Proyecto final

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Siguientes semanas

A partir de las siguientes semanas comenzaremos la elaboración de la monografia correspondiente a la investigación para el proyecto final de la Escuela Tecnica ORT.
A demas prepararemos el coloquio para el Miercoles 26 de noviembre 10.30Hs en la escuela, donde explicaremos oralmente lo que desarrolamos en esta pasantias.

Desde ya muchas Gracias por Acompañarnos.

Atentamente.
Federico Mauas
Pablo Kuleff
ORT ARGENTINA

Semana 12 y 13

Nos Fuimos de viaje a la ciudad de San carlos de Bariloche.

Semana 11

Luego de las vacaciones de invierno, volvimos a las pasantías con la doctora Eulalia de la Torre.

En esta semana terminamos de realizar la introducción de la investigación desarrollada en estas once semanas de pasantías.

Además hicimos un filtrado de un medio de cultivo que permite esterilizar el medio para el cultivo de células.

De los filtrados se deja una muestra en un frasco con su tapa floja en la estufa, para controla que este bien esterilizado. Si da turbidez al día siguiente significa que no esta estéril y que hay presencia de bacterias, en ese caso se deberá descartar todo el medio.

En nuestro caso los medios estaban bien filtrados.

Introducción (Paper)

Para ver la introducción en su tamaño original debemos hacer doble click en el extremo superior izquierdo de nuestra pantalla donde dice la palabra "Scribd". Gracias.

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Curriculum Vitae de la Doctora Eulalia de la Torre

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Semana 10

En nuestra décima semana de Proyecto final (pasantías) el objetivo planteado por nuestra investigadora fue ver si existe contaminación de micoplasma en una linea celular MCF-7. El micoplasma es un genero microbiano de bacterias que carecen de una pared celular, y debido a esta condición de carencia de pared celular, no se ven afectadas por algunas antibioticos como la penicilina. Estas bacterias infectan el citoplasma de la célula.
La técnica a utilizar para el control del micoplasma se denomina: HOECHST. El cual consiste en la utilización de un colorante fluorescente denominado Bisbenzimida que se intercala en el ADN.

La técnica se realiza de la siguiente manera:

1- Sembrar las células sobre cubreobjetos; colocados en una caja de petri; en su medio habitual.

2- Incubar a 37°C en estufa gaseada 5% CO2 en aire hasta llegar a una confluencia del 70% aproximadamente.

3- 3 Lavados con PBS

4- Fijar los preparados con fijador "camoy" (Metanol + Ácido Acético) por 5 minutos.

5- Descartar fijador y dejar secar al aire.

6- Colorear 30 min en oscuridad con Bisbenzimida 5M

7- 3 lavados con PBS 10 min.

8- Observamos el resultado en el Microscopio.

Los resultados que se podrían esperar son:

Positivo: el colorante tiñe el ADN de la célula y el ADN de la bacteria, observandose el núcleo de la célula y un puntillado en el citoplasma, que corresponde a la contaminación con micoplasma.

Negativo: el colorante tiñe solamente el ADN de la célula y el citoplasma no se observa.

Nuestros resultados fueron positivos, por lo que las células fueron desechadas.

¡FELICES VACACIONES.!

Semana 9

En esta semana hicimos las calles del western blot. Teniamos 10 calles debido a que previamennte habíamos utilizado un peine de 8 dientes, quien logro separar el gel en 10 partes.
De esta manera hicimos las calles, sembrando los siguiente en cada una de las calles:
OBJETIVO: Buscamos Metealoproteasa MMP-9

Calle 1:-SD- MFS con LPS (Control)
Calle 2:Marcador Molecular
Calle 3:-SD- MFS sin LPS
Calle 4:-SD- MFS con LPS
Calle 5:-SD- Miocardiocitos
Calle 6:-SD- Miocardiocitos concentrados
Calle 7:-SD-Miocardiocitos "el resto" del filtrado
Calle 8:Control (+)
Calle 9:Idem 5
Calle 10:Idem 6


calle 1:-SD- 24hs (Control)
calle 2:Marcador Molecular
calle 3:-LIS-COntrol
calle 4:-LIS-MFS 6hs
calle 5:-LIS-MFS 24hs
calle 6:-SD- Control
calle 7:-SD-MFS 6hs
calle 8:-SD-MFS 24hs
calle 9:Control (+)
calle 10:Idem 4

Obsercaciones: las puntas(calles 1; 10) no siempre salen bien; estas no llevan anticuerpo

- SD - Sobrenadante - LIS- Lisado
Primer anticuerpo reconoce las proteínas

Segundo anticuerpo reconoce otro anticuerpo (el revelado sale mal)

Resultado: Al llegar al revelado, todo lo que se revela es por presencia del primer anticuerpo, en caso de aparecer revelado algo en el control esta mal.

El segundo que hicimos fue sobre HOMOGENATOS DE PIELES DE ANIMALES
OBJETIVO: Buscamos MMP-9
HM: Homogenatos

Calle 1:Idem 6
Calle 2:Marcador
Calle 3:-HM-
Calle 4: Piel Inoculamos 300000 MFS sin LPS
Calle 5: Piel Inoculamos 300000 MFS con LPS
Calle 6: Piel Inoculamos 500000 MFS sin LPS
Calle 7: Piel Inoculamos 500000 MFS con LPS
Calle 8:-HM- Corazon
Calle 9: Idem 7
Calle 10: Idem 8

Calle 1:
Calle 2:Marcador
Calle 3:-HM- Control
Calle 4: Piel 300000 Miocardiocitos
Calle 5: Piel 500000 Miocardiocitos
Calle 6: Piel 1000000 Miocardiocitos
Calle 7: -HM- Tumor 14 días
Calle 8: Idem 5
Calle 9: Idem 6
Calle 10: Idem 7

Así son las calles.

Semana 8

En esta semana seguimos con los ensayos de inmunotransferencia, en este caso hicimos la siembra de las proteínas y la corrida electroforetica, con el objetivo de buscar la metaloproteasa MMP-9.

En el primer gel sembramos:SB de MFS con LPS(control), marcador molecular, SB de MFS sin LPS, SB de miocardiocitos, SB miocardiocitos a mas [c], SB de miocardiocitos del filtrado y un control positivo

En el segundo gel sembramos: SD 24hs, marcador molecular, Lis MFS control, Lis MFS 6hs, Lis MFS 24hs, SD control; SD MFS 6hs, SD MFS 24 hs, control positivo

En las calles de las puntas se hacen control sin anticuerpos, debido a que no siempre salen bien, y es mejor perder un control que una muestra, aparte todo lo que se revela es por presencia del primer anticuerpo, si aparece revelado algo en el control es inespecífico.

Semana 7

En las semanas siguientes empezaremos con las practicas de Inmunotransferencia o también llamada Western Blot, la cual se utiliza para determinar la cantidad relativa y el peso molecular de una proteína en una mezcla de proteínas u otras moléculas. Estas proteínas se separan por electroforesis en un gel de poliacrilamida, de forma que las posiciones finales de las distintas proteínas en el gel depende del tamaño de las moléculas. A continuación, se transfiere el conjunto de proteínas separadas desde el gel de poliacrilamida de separación a una membrana soporte de nitrocelulosa mediante acción capilar o electroforesis, lo que hace es que la membrana adquiera una replica del conjunto de macromoléculas separadas existentes en el gel. Una vez realizada la transferencia, a la membrana se la trata con el 1er anticuerpo especifico para el antígeno o proteína de interés, se lo deja toda la noche a 4ºC y al día siguiente, se hacen lavados con una solución llamada TBS-Tween. Finalmente se incuba la membrana con el 2do anticuerpo unido a una enzima denominada Peroxidasa la cual al colocarle su sustrato permite identificar la presencia de la protreina específica por medio de una reacción quimioluminiscente. Esta reacción ocurre cuando la energía de una reacción química se emite en forma de luz. Se emplea la peroxidasa de rábano (HRP) para catalizar la oxidación del luminol en presencia de peróxido de hidrógeno. Inmediatamente después de la oxidación el luminol se encuentra en un estado excitado del que pasa a la situación basal, reducida, más estable, emitiendo luz. La luz emitida tiene una longitud de onda de 428 nm, con un máximo de emisión entre 15 y 20 minutos después de iniciada la reacción y una emisión que se puede prolongar de 2 a 3 horas. Esta reacción se produce sobre una membrana en contacto con una película de autorradiografía ésta queda impresionada. Este sistema tiene la ventaja de que permite eliminar el sistema de anticuerpos secundarios ('striping') y volver a analizar la membrana con otros anticuerpos ('reprobing').
En este día haremos la preparación de los geles. El gel concentrador contiene, H2O (d), TRIS HCl 0,5M pH 6.8, SDS 10%, acrilamida es el gelificante, presulfato de amonio y Temed que son los catalizadores para que gelifique la acrilamida. El gel separador contiene, H2O (d), TRIS HCl 1.5M pH 8.8, SDS 10% el cual desnaturaliza las proteínas y las carga negativamente, acrilamida es el gelificante, presulfato de amonio y Temed que son los catalizadores para que gelifique la acrilamida. Las muestra que se cargan en el gel se tratan con una solución que se llama Sample Buffer que contiene SDS el cual desnaturaliza las proteínas y las carga negativamente, b-Mercaptoetanol que rompe puentes disulfuros y azul bromofenol que es un colorante que me permite ver el frente de corrida en el gel. Una vez hecha la electroforesis de las muestras trataremos de identificar la expresión de diferentes proteínas como MMP-9, VEGF-A y CD-31, estas ultimas son consideradas marcadores angiogenicos.





Contenido del gel.

Videos - Semana 5

Para complementar las imagenes del cultivo primario de miocardiocitos, les presentamos algunos videos del cultivo que reproducen los resultados obtenidos en el microscopio.

Esperamos que lo disfruten.

Semana 6

En nuestra 6ta semana de pasantía, continuando con el eje central del objetivo de la investigación, que consiste en la formación de vasos sanguíneos a partir de otros ya existentes (angiogénesis) en un modelo de inflamación aguda inducido por LPS.


Los miocardiocitos obtenidos la semana pasada fueron tratados con diferentes concentraciones de LPS 0,1 y 10 mg/ml, estas estimulaciones fueron realizadas por duplicados. Dichas células fueron dejadas 24 hs en medio de cultivo (volumen final: 1 ml) al 5% de suero fetal bovino con el estimulo o no (Control o Basal). Una vez pasado dicho tiempo, se obtienen los sobrenadantes por un lado y por otro se lisan las células con un buffer de lisis. De esta manera esperamos verificar si los miocardiocitos son capaz de estimularse, para luego realizar diferentes mediciones: Nitritos, expresión de proteínas por western blot, prostaglandinas.


A los sobrenadantes y lisados celulares se le midieron las proteínas por Bradford, cuyo resultado fue el siguiente:










En nuestra segunda parte de la jornada trabajamos los resultados de la Angiogénesis in vivo realizada la segunda semana de pasantía.
Recordemos que este consistía en inocular ratones Balb/c, por vía intradérmica, en ambos flancos con 300.000 o 500.000 macrófagos estimulados o no con LPS, los cuales habíamos obtenidos de las placas de Petri (Ver Semana 2). Luego de 5 días, los animales se sacrifican con éter y se separa por disección la piel de los tejidos adyacentes.
La respuesta vascular se observa en la cara interna de la piel con la ayuda de un microscopio de disección llamado WILD.
El método utilizado para cuantificar la respuesta angiogénica se basa en la determinación de la densidad de vasos, expresada como número de vasos/mm2 de piel. Para ello se tomaron fotografías las cuales las analizaremos a continuación. (puedes agrandar imágenes clikeando sobre las mismas)


Control (Basal)
Imagen de vasos sanguíneos sin tratamiento alguno.


Imagen de Vasos Sanguíneos 300000 Macrófagos sin ser estimulados con LPS

Imagen de Vasos Sanguíneos 300000 Macrófagos estimulados con LPS

Claramente sin realizar cuentas podemos analizar a simple vista que los Macrófagos al ser estimulados con LPS se logra Obtener mayor cantidad de Vasos Sanguíneos en comparaciòn con con los Macrofágos sin estimulación.




Imagen de Vasos Sanguíneos 500000 Macrófagos sin ser estimulados con LPS

Imagen de Vasos Sanguíneos 500000 Macrófagos estimulados con LPS

Comparando ahora la estimución a distintas concentraciones
Analizando a simple vista, sin realizar cálculos, podemos ver que los Macrófagos al ser estimulados con LPS se logra Obtener mayor cantidad de Vasos Sanguineos en comparación con con los Macrofágos sin estimulación.
A continuación les presentamos los resultados numéricos luego de haber sido contabilizados las diapositivas sobre la cuadricula, los cuales se expresan como nro. de vasos/mm2



Véase imagen correctamente, haciendo click sobre la misma.


Conclusiones:
De esta manera podemos ver que que el número de vasos promedio por mm2 es mayor en comparación cuando lo estimulamos con LPS que cuando no es estimulado.
Y el numero de vasos promedio por mm2 es mayor cuando trabajamos a 300000 mfs ESTIMULADOS CON LPS que cuando los hacemos con 500000 mfs ESTIMULADOS CON LPS.

Semana 5

En nuestra 5ta semana de pasantía realizamos un cultivo primario de miocardiocitos (el cual lo podemos observar a la derecha de nuestra pantalla). El mismo consiste en la obtención de una célula a partir de un órgano como se el corazón. Utilizamos ratones de no más de 3 a 5 días de vida, a los cuales dentro de una campana, obtuvimos el corazón, colocándolo en una placa de Petri con un buffer previamente preparado que contenía: ClK + PO4H2k + ClNO + Fosfato ácido de Sodio + PO4HNa2
Se prepara este Buffer ya que con todas estas sales son las que logran que el corazón continué vivo.
Continuando con el práctico, se hicieron varios lavados con el buffer para poder quitar la sangre que el órgano desparramaba sobre la placa de Preti.
Luego trituramos los corazones dentro de la misma placa de Petri, que luego fueron colocados el un tubo falcon al cual se le agrego una solución de Tripsina, la cual es una enzima peptidasa, que rompe los enlaces de las proteínas mediante hidrólisis para formar péptidos o aminoácidos de menor tamaño. La misma actúa a 37°C por eso llevamos el tubo dentro de un agitador a 37°C durante 15 min. La primera agitación elimina glóbulos rojos y sangre del corazón. Luego se realizan 4 lavados, cada uno con la solución de Tripsina, donde se obtienen las células del órganos en solución.
Obtenido el sobrenadante se centrifuga a 1000 RPM durante 4 min. donde se obtuvo un pellet de células que fueron colocadas en un frasco de cultivo donde se dejan adherir los fibroblastos quedando en el medio de cultivo: Los Miocardiocitos. Luego se sacan estas células y se la coloca en placas de 6 wells en medio de cultivo al 10% de SFB para que se adhieran y dividan. El medio se le cambia cada día por medio y antes de realizar el ensayo se le baja el % de suero al 5%.

Acá les compartiremos algunas imágenes vistas por nosotros en el microscopio del cultivo primario de miocardiocitos

Semana 4

En la cuarta semana hicimos un ensayo in vivo, el cual consistía:

A 4 ratones machos se les inyecta 25 ug/0.1 ml de LPS por vía intraperitoneal

Luego a dos de esos ratones se los deja 6 horas, se los mata y se les saca los macrófagos, luego se ponen en una placa con medio de cultivo al 10 % de suero fetal bobino y se los deja pegándose a la placa durante 2 horas, luego se lava y se cambia el medio con 5 % de suero fetal bobino. Luego se los deja 24 horas.

Los otros 2 ratones se los dejo 24 horas (a diferencia de 6 horas) y se repite el procedimiento de pegado y limpiado. También se dejan encubar 24 horas.


Luego de que se cumplen las 24 horas de cada una de las placas, se obtienen el sobrenadante, el cual se utiliza para ver que liberan los macrófagos cuando al animal se los induce con LPS (con el sobrenadante se puede averiguar la concentración de nitritos).
También, con los macrófagos que quedan en la placa, se lisan con un buffer de lisis y se puede observar que proteínas expresan los macrófagos de animales estimulados con LPS.

Tanto el sobrenadante como el lisado se cuantifico la concentración de proteínas por el método de Bradford para luego ser usados con un Western Blot.

Las concentraciones obtenidas fueron:

• Ratón de control:

Sobrenadante: 2.8 mg/ml
Lisado:2.23 mg/ml

• Los ratones que incubaron 6 horas:

Sobrenadante: 2.72 mg/ml
Lisado:2.47 mg/ml

• Los ratones incubados 24 horas:

Sobrenadante: 2.47 mg/ml
Lisado:2.44 mg/ml

Luego de terminar con esta practica, la investigadora nos mostró como era el proceso de descongelamiento de una linea celular de carcinoma mamario humano (MCF-7), dichas células están previamente congeladas en un crío tubo en nitrógeno liquido a -170ºC. Este crío tubo con la células luego se sacarlas con extremo cuidado del nitrógeno liquido, se los coloca en agua tibia (para un descongelado rápido), luego se pasa a un frasco de cultivo(T-25) con medio de cultivo (F-12) a 10% de suero fetal bobino , y para finalizar se las coloca en una estufa a 37ºC ( temperatura del cuerpo humano) con 5%de CO2, (para la duplicación de las mismas para ser utilizadas en un futuro).

semana 3

Medición de prot. por Bradford de homogenatos de piel de animales inoculados con Mfs+LPS y miocar.


En la tercer semana medimos la concentración de proteínas en la piel de los ratones por el método de Bradford, el cual consistía en el trazado de una curva de calibración con albumina con un espectrofotmetro, pero antes obtubimos las proteínas y para esto se hacia el homogenato a partir de una capa delgada de la piel interna del animal. Luego ,se traza la curva de calibración para poder hubicar nuestras muestras en la curva segun su concentracion. Ttomamos 5, 10 , 15 y 20 micro litros de albumina 1mg/ml y se los llevaba a 50 micro litros de agua, se le agregaban 950 micro litros del reactivo de Bradford y se leían en un espectrofotometro a 595 nm, los resultado de la curva fueron:











Después tomamos nuestras muestras del homogenatos en concentración de 300.000 Macrofagos o 500.000 Macrofagos en 0,1 ml de medio estimulados o no con LPS. Tambien hubo un animal control al cual no se le inocularon celulas.





Luego sacamos la concentración de proteínas en nuestras muestras mediante una tabla de Exel

semana 2 29/05/08

Durante nuestro segundo día de pasantía pudimos profundizar los objetivos que se proponen en la investigación: la formación de vasos sanguíneos a partir de otros ya existentes (angiogénesis) en un modelo de inflamación aguda inducido por LPS.

El LPS (lipopolisacárido) es una endotoxina derivada de las paredes celulares de bacterias gramnegativas con actividades inflamatoria.
Por lo tanto comenzaremos analizando y estudiando a los macrófagos (que son células fagocíticas de gran tamaño derivada del monocitos sanguíneos y que también actúan como células presentadoras de antígeno además de limpiar y reparar un tejido dañado) para ver si estos son capaces de formar nuevos vasos sanguíneos al ser estimulados con LPS 100 mg/ml. El LPS se une a un receptor denominado Receptor de tipo Toll (RTT) expresado en los macrófagos y de esta manera activa a dicha célula a expresar y secretar diferentas molecular. La alta concentración de LPS es tóxica.
Para esto, primero obtuvimos los macrófagos peritoneales de la siguiente manera:
Trabajamos con ratones, los cuales primero se los durmió en un frasco con éter y luego mueren por asfixia. Posteriormente abrimos al animal, sin romper el peritoneo (tejido que recubre los órganos del abdomen) e inyectamos intraperitonealmente 5 ml de medio de cultivo con suero fetal bovino al 10%. Luego con la misma aguja retiramos el medio, a su vez podemos ayudarnos en la extracción con una pipeta Pasteur y de esta manera obtenemos las células peritoneales que no solo son macrófagos si no que también hay linfocitos, neutrófilos, etc. Estas células las colocamos en 4 placas de Petri y las dejamos 2 hs en la estufa de cultivo a 37ºC para que los macrófagos se adhieran mientras que el resto de las células no. Sí, podemos afirmar que el 95% de las células pegadas son macrófagos. Para evitar contaminación siempre trabajamos con un mechero.
Luego de haber esperado las 2 hs en la estufa, tomamos la placa y descartamos el medio de cultivo y realizamos 2 lavados con PBS (solución compuesta por Fosfato de Na, Difosfato de Na, Cloruro de Sodio), cuyo objetivo es extraer las células que no eran macrófagos. Luego a las placas se les coloca medio nuevo al 5% de suero fetal bovino. De las 4 placas de Petri, a 2 las tratamos con LPS 100 mg/ml y el resto las usamos como control.
Al día siguiente, luego de 24 hs., levantamos los macrófagos de la placa de petri con un scraper y los contamos con la "cámara de Neubauer" para saber cuantos macrófagos tenemos. Posteriormente se realizó el ensayo de angiogénesis in vivo, que consiste en inocular ratones Balb/c, por vía intradérmica, en ambos flancos con 300.000 o 500.000 macrófagos estimulados o no con LPS, los cuales habíamos obtenidos de las placas de Petri. Luego de 5 días, los animales se sacrifican con éter y se separa por disección la piel de los tejidos adyacentes. La respuesta vascular se observa en la cara interna de la piel con la ayuda de un microscopio de disección WILD. El método utilizado para cuantificar la respuesta angiogénica se basa en la determinación de la densidad de vasos, expresada como número de vasos/mm2 de piel. Para ello se fotografiaron los sitios de inoculación, se proyectan sobre una cuadricula y se contó el número total de vasos. La densidad de vasos se determina por la fórmula:

Nº de vasos/mm2 = S nº de vasos en cada cuadrado / nº total de cuadrados









El jueves entrante continuaremos aprendiendo más. Y les comentaremos todo lo aprendido.







Inyectando el medio para la obtencíon de macrófagos








Extrayendo el medio con macrófagos y células peritoneales (Utilizamos la Pipeta Pasteur)

Proyecto Química ORT del Genoma Humano

Investigación en Bioquímica Molecular y Proteómica 2008

Por cuarto año consecutivo los alumnos del ultimo año de la especialidad química de la escuela técnica ORT (Argentina) realizarán sus proyectos finales en distintas universidades y centros de investigación con profesionales reconocidos. La metodología de trabajo evita la transposición didáctica permitiendo a los estudiantes realizar su actividad final en los lugares donde se está generando el conocimiento.

La articulación entre el nivel medio pos grado universitario es auspiciada por el CONICET(Consejo Nacional de Investigación Científica y Técnica.

Los proyectos de investigación para el año en curso son:

1. Evaluación de la expresión de la molecula de adhesión cadherina epitelial en tejidos humanos normales y tumorales.
Investigador: Dra. Mónica Vazquez-Levin.
Instituto: Instituto de Biología y Medicina Molecular (IBYME - CONICET).
Alumnos: Yael Dobzewicz Y Gala Szapiro.
Link: http://www.proyecto-6q.blogspot.com/

2. Acción del hexaclorobenceno (HCB) sobre la uroporfirinogeno de una línea celular hepatocitos humanos. Mecanismo de acción.
Investigador: Dra. María del Carmen Ríos de Molina.
Instituto: Departamento Química Biológica, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.
Alumnos: Lucas Toiw y Uriel Frid.
Link: http://www.proyectofrid-toiw08.blogspot.com/

3. Modelos experimentales de enfermedades metabólicas: Porfiria y Síndrome Metabólico. Proteómica y Metabolómica de estos disturbios.
Investigador: Dra. Marta Blanca Mazzetti.
Instituto: Departamento de Química Biológica, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales (UBA).
Alumnos: Maria Duperron y Mauro Elencwajg.
Link: http://proyectofinal6q.blogspot.com/

4. Factores no hemodinámicos relacionados con la génesis y evolución de la proteinuria durante la enfermedad renal progresiva.
Investigador: Dra. Elsa Zotta.
Instituto: Laboratorio de Fisiopatogénia, Departamento de fisiología, Facultad de medicina, UBA.
Alumnos: Barbara Helueni y Melanie Naiman.
Link: http://www.proyectoq08.blogpsot.com/

5. Estudio de la participacion de la anandamida en la regulacion de la interaccion espermatozoide-ovioducto en un modelo bovino.
Investigador: Dra. Silvina Perez Martinez.Instituto: Facultad de medicina - UBA
Alumnos: Judith Arenas Tenenbaum y Melina Braverman
Link: http://www.scienceproject08.blogspot.com/

6. El estudio de los mecanismos moleculares involucrados en la regulación del gen UGA4 de Saccharomyces cervisiae en respuesta a cambios en la disponibilidad de nutrientes con el fin de dilucidar las distintas cascadas de señales desencadenadas por dichos nutrientes y establecer sus interconexiones.
Investigador: Dra Susana Correa García.
Instituto: Departamento de Química Biologica, Facultad de ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Buenos Aires.
Alumnos: Iván Mikiej y Victoria Salama
Link: http://www.proyectoquimica22.blogspot.com/

7. Diagnóstico de la enfermedad de Von Willebrand (VWD) tipo 2N por técnicas fenotípicas y genotípicas.
Investigador: Dra. Adriana I. Woods.
Instituto: Instituto de Investigaciones Hematológicas "Mariano R. Castex" de la Academia Nacional de Medicina.
Alumnos: Abigail Skverer y Daniela Lin
Link: http://www.vwd-diagnostico.blogspot.com/

8. Estudio de la mielinogenesis en el sistema nervioso periferico en condiciones fisiologicas y patologicas. Participacion de celulas pluripotentes en el proceso de degeneracion-regeneracion nerviosa.
Investigador: Dra Patricia Setton-Avruj.
Instituto: Dpto de Quimica Biologica, Facultad de Farmacia y Bioquimica (IQUIFIB-UBA-CONICET).
Alumnos: Averbuj Daniel y Eitan Rozenszajn.
Link: http://www.proyectoaverbuj-rozenszajn.blogspot.com/

9. Diseño y desarrollo de vacunas antitumorales empleando bacterias y celulas tumorales modificadas con genes inmunomodiladores. Estudio de los mecanismos inmunes inducidos.
Investigador: Claudia I. Waldner y Claudia Mongini.
Instituto: Laboratorio de inmunologia celular y molecular. Centro de Estudios Farmacologicos y Botanicos (CEFYBO. CONICET-UBA)
Alumnos: Amalia Surijon y Maria Belen Tolava Rivero
Link: http://www.amibeluproyecto.blogspot.com/

10. Marcadores Geneticos Asociados al Cáncer
Investigador: Dr.Javier Hernán Cotignola
Instituto: Laboratorio de Cáncer y Apoptosis del Departamento de Quimica Biologica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales de la Universidad de Buenos Aires.
Alumnos: Ayelén Marano y Solange Perchik
Link: http://marcadoresgeneticos.blogspot.com/

11. Expresion del canal de la conductancia transmembranal de la Fibrosis Quistica (CFTR) en placentas Preeclampticas: posible rol en la regulacion de la actividad de la Acuoporina-9 (AQP9).
Investigador: Dr Alicia E Damiano.
Instituto: Catedra de Biologia Celular, Departamento de Ciencias Biologicas, Facultad de Farmacia y Bioquimica (UBA)
Alumnos: Gabriel Colodenco y Martín Sapir.
Link: http://www.tarkuselp.blogspot.com/

12. Proteómica de factores secretados por células de cáncer de mama y mama normal con capacidad inhibitoria de la producción lipídica.
Investigador: Dra.Guerra de Grignoli Liliana Noemi
Instituto: Departamento de Ciencias biologicas. Facultad de ciencias exactas y naturales,UBA-CONICET.
Alumnos: Fabiana Durante y Tamara Broitman.
Link: http://tyf-proyecto08.blogspot.com/

13. Neovascularizaciòn en un modelo murino de inflamaciòn aguda inducida por LPS.
Investigador:Eulalia de la Torre.
Instituto: Facultad de Medicina - Uba - Laboratorio de Inmunofarmacologia
Alumnos: Federico Mauas Walach, Pablo Kuleff.
Link: http://finalproyectort.blogspot.com/

Semana 1 22/5/08

La doctora Eulalia de la Torre, nos dio una introducción a la investigación que desarrollaremos a lo largo de las pasantías en la Facultad de Medicina. Allí conocimos a la doctora la cual nos introdujo al equipo de investigación y nos enseño el área de trabajo. En una pequeña reunión nos contó cual fue su tesis anterior y nos explico los objetivos de esta investigación. Luego hicimos la determinación de la apoptosis celular por tinción con naranja de acridina la cual permite discriminar entre:

*Núcleos verdes, pálido (no condensados), no fragmentados: células vivas.

*Núcleos condensados, posiblemente fragmentados, con tinción fuerte verde o casi amarilla: células apoptóticas.

*Núcleos naranja o rojo, no condensado: células necróticas.

*Núcleos naranja, condensados, fragmentados: necrosis secundaria, deben ser catalogadas como apoptóticas.

El objetivo consistía en determinar el porcentaje de células apoptóticas en un cultivo de líneas celulares.